PRACTICA No.6: "COPROPARASITOSCÓPICO: MÉTODO DE CONCENTRACION POR FLOTACION DE WILLIS"

COPROPARASITOSCÓPICO: MÉTODO DE CONCENTRACIÓN POR FLOTACIÓN DE WILLIS

Esta práctica se llevó a cabo el día jueves 22 de septiembre 2011, en las instalaciones del laboratorio para prácticas de análisis clínicos del CBTis 199, como parte del programa de 3º semestre para la preparación de la carrera de Laboratorista Clínico, en su subdivisión de técnicas parasitológicas.

OBJETIVO

 Aprender a realizar la técnica por flotación de Willis, para la búsqueda de quistes y huevos que puedan quedar en la superficie del líquido.

FUNDAMENTO

Este método fue descrito por primera vez en 1921 por Willis. Es recomendado especialmente para la investigación de geohelmintos. Consiste en  preparar el material fecal con solución saturada de NaCl (cloruro de sodio).

Los huevos y quistes de peso específico menor que la solución saturada de cloruro de sodio tienden a subir y adherirse a la superficie que este en contacto con la del líquido.

En el laboratorio por lo regular, se usa como superficie de contacto un cubreobjetos o un portaobjetos.

Este método es de alta sensibilidad en el diagnóstico de huevos livianos de helmintos y quistes de protozoarios  como:

·         Entamoeba histolytica
·         Entamoeba coli
·         Trichomona tenax
·         Ancylostoma duodenale
·         Necátor americanus
·         H. nana.

No se recomienda para la búsqueda de huevos pesados ni de larvas.

MATERIAL: v  Vaso de precipitados v  Embudo v  Gasa v  Tubo de ensayo v  Portaobjetos v  Cubreobjetos v  Gradilla v  Pipeta con propipeta v  Abatelenguas

SUSTANCIAS:

Ø  Solución saturada de NaCl
Ø  Solución de yodo-lugol
Ø  Muestra biológica: heces fecales frescas

PROCEDIMIENTO

1.    Tomar aproximadamente 1 gr de heces fecales con un abatelenguas

2.    Colocar la muestra en un vaso de precipitados y mezclar con 10 ml de solución saturada de cloruro de sodio.

3.    Filtrar la mezcla en un tubo de ensayo, usando la gasa y el embudo.

4.    Completar con solución saturada hasta el borde del tubo

            

5.    Colocar un portaobjetos sobre el tubo, de manera que el líquido haga contacto con el portaobjetos

6.    Se coloca en la gradilla y se espera de 5 a 10 minutos

7.    Retirar el portaobjetos cuidando de no tirar el material que haya quedado en él y colocar una gota de lugol.

8.    Cubrir con un cubreobjetos y observar al microscopio con objetivos 10x y 40x.

OBSERVACIONES

Frotis, 10x

Se encuentran regadas por todo el campo un gran número de bacterias. Destacan a las 6 pequeñas trazas de grasas

Frotis, 40x

Sobresale a la 1 un punto color café, pero que contenía 2 núcleos: sin duda alguna es un quiste de Entamoeba histolytica

Frotis, 40x

Desplazándose por el campo, se encontraron 2 quistes más de Entamoeba histolytica, a la una y a las dos. Ambos contenían 4 núcleos.

RESULTADOS

El resultado para huevecillos de parásitos resulto negativo. Sin embargo se encontraron 3 quistes de Entamoeba histolytica. Esto quiere decir que el huésped probablemente tenga una amibiasis asintomática, o tal vez se enferme seguido del estómago, pero no de manera tan grave. Se necesitarían por lo menos otras dos muestras y hacer frotis directos de ellas para confirmar el diagnóstico de amibiasis.

 

Tampoco hay que menospreciar la gran cantidad de bacterias halladas, muy probablemente bacilos de Escherichia coli, una bacteria común en el tubo digestivo, que dependiendo su serotipo puede ser benigna o patógena, pero eso ya no corresponde a la parasitología.

  CONCLUSIÓN

  Esta técnica es una más de los métodos de concentración por medio de flotación, y es capaz de concentrar prácticamente todos los huevos de nematodos.

 

Es altamente recomendado  para el diagnóstico de ancylostomideos y basa su capacidad diagnostica en el menor peso específico de los huevos contenidos en la solución saturada de NaCl, la cual posee una densidad de 1.200, lo que permite la flotación de los huevecillos y quistes de estos, cuyo peso es menor a este parámetro.

 Sin embargo, el método de Willis tiene la desventaja de que resulta ser menos sensible para el diagnóstico de T. trichiura y A. lumbricoides, pues sus huevecillos no siempre tienen una densidad menor a 1.200

  

Fuentes consultadas:

·         Directo, Willis, Kato, Kato cuantitativo, Faust, coloración rápida. Morfología de cestodos y helmintología, artículo consultado el día 21 de septiembre en http://usuarios.multimania.es/paraelsa/manual04/practica-6.htm

·         Análisis coprológico parasitario, documento en formato pdf consultado el día 21 de septiembre en http://personal.us.es/cariza/web/para/practicas/cuadernos/analisis-coprologico-parasitario.pdf

·         Método de Willis, consultado el día 21 de septiembre en http://www.buenastareas.com/ensayos/Metodo-De-Willis/40633.html

PRÁCTICA No.3: "COPROPARASITOSCÓPICO: MÉTODO DE CONCENTRACIÓN-FLOTACIÓN DE FAUST"

COPROPARASITOSCÓPICO: MÉTODO DE CONCENTRACIÓN-FLOTACIÓN DE FAUST

Esta práctica se llevó a cabo el día jueves 8 de septiembre 2011, en las instalaciones del laboratorio para prácticas de análisis clínicos del CBTis 199, como parte del programa de 3º semestre para la preparación de la carrera de Laboratorista Clínico, en su subdivisión de técnicas parasitológicas

FUNDAMENTO

En este método se utiliza solución de Zn, cuya densidad específica es de 1.180 (33%), que conforma un medio de densidad más alta que la de los huevos:

Necátor 1.055

Tricocéfalo 1.150

Áscaris fértil 1.110

Y facilita que los huevos livianos de estos helmintos, con menor peso específico que la solución, se concentren y floten.

La concentración adecuada aconsejada es la que usa como reactivo  una solución acuosa  de sulfato de Zn al 33% con una densidad al 1.180. El agua utiliza diluye y lava materia fecal. El filtrado con gasa doblada y evita que los detritos gruesos traspasen las paredes, la centrifugación enriquece en delgada película la superficie del líquido centrifugado con los huevos livianos de algunos helmintos.

MATERIAL: v  Portaobjetos v  Cubreobjetos v  Vaso de precipitados v  Tubos de ensayo v  Asa v  Embudo v  Gasas v  Aplicadores de madera v  Centrifuga v  Microscopio v  Abatelenguas

SUSTANCIAS:

Ø  Solución acuosa de sulfato de zinc

Ø  Solución de yodo
Ø  Muestra biológica: heces fecales frescas

PROCEDIMIENTO

1.    Tomar con el abatelenguas una porción de materia fecal para disolver en 10 partes de agua destilada

2.    Filtrar la suspensión a través de una gasa doblada en cuatro, sobre un tubo de ensayo, ayudándose con un embudo pequeño

3.    Centrifugar el filtrado a 2500 rpm por 1 minuto

4.    Decantar el líquido sobrenadante y completar con agua hasta igualar la medida anterior, centrifugar nuevamente. Resuspender el sedimento

5.    Repetir el procedimiento 2 veces hasta que el líquido sobrenadante esté listo

6.    Decantar nuevamente el líquido sobrenadante remplazándolo por igual cantidad de solución de sulfato de zinc al 33%. Mezclar bien la solución con el sedimento.

7.    Centrifugar durante 1 minuto a 1500 rpm

8.    Tomar con el asa de 3-4 gotas de las partículas que flotan en la superficie del líquido.

9.    Colocarlos en un portaobjetos y mezclar con 1-2 gotas de yodo-lugol

10. Colocar el cubreobjetos y observar al microscopio.

OBSERVACIONES

Muestra 1: Frotis teñido, 10x

Se distingue a la 1 y en el centro dos estructuras de forma irregular que corresponden a residuos de grasas

Muestra 1: Frotis teñido, 10x

Se distinguen en este par de imágenes nuevamente grasas y el de la derecha aparece un residuo vegetal, ambos son residuos de alimentos

Muestra 1: Frotis teñido, 10x

Sobresale a partir de las 10 una fibra vegetal, que tomó una coloración roja gracias al yodo y la 1 se encuentran trozos de grasas y un jabón

Muestra 1: Frotis teñido, 10x

A las 11 se observan fibras de tejido conectivo y a las 4 cuatro más residuos vegetales

RESULTADOS

Como puede verse, el resultado para huevecillos de parásitos resulto negativo.

Lo que se encontró en mayor cantidad fueron restos de comida, fibras de tejido, grasas con mucha frecuencia y jabones, quistes o huevecillos como se esperaba.

CONCLUSIONES

Las técnicas de flotación, sedimentación y conteo son algunas de los métodos  utilizados para la determinación de parásitos intestinales como parte del diagnóstico de protozoarios, trematodos, cestodos, nematodos y ocasionalmente, algunos artrópodos.

Uno de los más conocidos y usados es el método de Faust o de flotación en sulfato de zinc (ZnSO₄.)

Es usado para detectar parásitos del tubo digestivo. Las especies que parasitan al hombre son Necator americanus, Ancylostoma duodenale y, en menor medida, Ancylostoma ceylonicum.

Los anquilostomas cortan la pared intestinal del hospedador, alimentándose de la sangre de éste. Los adultos se aparean dentro del intestino del huésped, y la hembra produce miles de huevos que salen con las heces. La infección se realiza por la penetración de la larva a través de la piel o por ingesta de aguas contaminadas con materia fecal

Este método aprovecha la densidad. Así, quedaron depositados los huevecillos en el fondo de la muestra, porque su densidad es mayor al agua.  El ZnSO₄ hace que los huevecillos se eleven a la superficie, aprovechando el mismo principio de densidad.

La función de la centrifuga en esta práctica fue de suma importancia, puesto que utiliza la fuerza centrípeta para separar sustancias de diferentes densidades.

Se puede predecir el resultado de la positividad de manera macroscópica cuando en el tubo de ensayo con la solución de sulfato de zinc, la cantidad y el tamaño de las partículas es grande, se puede decir que sospechosamente será positivo.

De lo contrario, si las partículas son muy pequeñas, lo más probable es que sea negativo.

El método de Faust es el más adecuado para determinar la existencia de agentes infecciosos no solo en las heces fecales, sino también en las aguas residuales o negras.

Por eso es importante no beber agua sucia y lavarse las manos antes de comer y después de ir al baño.



Fuentes consultadas:

·         Técnicas coproparasitoscópicas, consultado el día 9 de septiembre 2011 en http://html.rincondelvago.com/parasitologia_5.html

·         Brown, H. W. Parasitología Clínica. Edit. Interamericana. México, 1985. Pp. 338-339

PRACTICA No. 1; "COPROPARASITOSCÓPICO DIRECTO"

SEP                                     DGETI                               SEMS

 

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS NO. 199

“EMILIANO ZAPATA SALAZAR”

MIXQUIAHUALA, HGO.

PRÁCTICA 1:

COPROPARASITOSCÓPICO MÉTODO DE FROTIS DIRECTO.

  

DESARROLLAR LAS TÉCNICAS PARASITOLÓGICAS

PROFESOR: DR. VICENTE MARTÍNEZ FRAGOSO

ALUMNO: EDGAR URIEL RODRÍGUEZ MUÑOZ

 GRADO: 3° SEMESTRE                                   GRUPO: DM

ESPECIALIDAD: LABORATORISTA CLÍNICO

SEMESTRE: AGOSTO 2011

COPROPARASITOSCÓPICO: MÉTODO FROTIS DIRECTO

Esta práctica se llevó a cabo el día martes  30 de agosto 2011, en las instalaciones del laboratorio para prácticas de análisis clínicos del CBTis 199, como parte del programa de 3º semestre para la preparación de la carrera de Laboratorista Clínico, en su subdivisión de técnicas parasitológicas

FUNDAMENTO

Este método solo sirve para evidenciar la presencia de un determinado parasito, y se trata de un método cualitativo, que no permite conocer el numero de formas larvarias o trofozoítos que hay en cada gramo de heces, y por los tanto la carga parasitaria.

El frotis directo es un método rápido pero poco seguro. Tiene la posibilidad de falsos negativos, por lo que es necesario repetir. Permite observar la motilidad de los microorganismos: Amibas y otros flagelados, detecta quistes y huevos de helmintos. Precisa una concentración.

MATERIAL: v  Portaobjetos v  Cubreobjetos v  Pipeta Pasteur v  Vaso de precipitados v  Microscopio v  Aplicadores de madera

SUSTANCIAS: Ø  Solución fisiológica al 0.9% Ø  Solución de yodo-lugol Ø  Muestra biológica: heces fecales frescas

PROCEDIMIENTO

1.    Se lavan los portaobjetos

2.    Sobre un portaobjetos bien limpio, se coloca una pequeña porción de materia fecal con los aplicadores

3.    Usando la pipeta Pasteur se coloca una gota de solución fisiológica

4.    Se coloca el cubreobjetos

5.    Se observa al microscopio

6.    En otro portaobjetos limpio, se repite el procedimiento, pero ahora se tiñen con solución de yodo-lugol

OBSERVACIONES

Al examinar al microscopio los resultados fueron los siguientes:

Muestra 1: Frotis sin teñir, 10x

Se observa aproximadamente a la 1, una aglomeración de cuerpos redondos amarillentos, lo que era una acumulación de materia fecal sin disolver

 

Muestra 2: Frotis sin teñir, 10x

Se distinguen en este par de imágenes dos fibras de tejido conectivo, notables por su característica forma filamentosa y transparente

Muestra 3: Frotis teñido, 10x

Se distingue a las 9, un conjunto de células, identificables por su forma rectangular que recuerdan a una pared de ladrillos.

Muestra 4: Frotis teñido, 10x

Se aprecia un cuerpo de forma ovalada, color café y con una leve transparencia. Según indicaciones del Dr. era solo un fragmento de heces sin disolver

Muestra 1 y 2: Frotis teñido, 10x

Estos dos frotis están algo gruesos, sin embargo es posible diferenciar materia fecal, restos de comida, células, algunos cristales y fibras.

RESULTADOS Y CONCLUSIONES

Como puede verse, el resultado positivo para parásitos resulto negativo. Para esta prueba, es importante que los frotis no sean densos, sino transparentes, pues de lo contrario no servirá para la búsqueda de agentes infecciosos.

 Lo que se encontró en mayor cantidad fueron restos de comida, fibras de tejido y materia fecal aglutinada, sin encontrar trofozoítos o quistes como se esperaba.

El examen coproparasitoscópico es una prueba de rutina utilizada para  la detección de parásitos intestinales (protozoarios, helmintos) y ocasionalmente de algunas bacterias como lo son Salmonella o Shigella.

Es muy importante cuando se realiza un frotis directo, hacerlo varias veces para descartar así un falso negativo.

Un falso negativo se presenta  cuando al realizar la prueba los resultados parecen ser negativos, cuando el paciente en realidad tiene parásitos. Esto debido a la falta de un examen exhaustivo y cuidadoso por parte del laboratorista. Por eso, aquí radica la importancia  de realizar varias veces hasta corroborar la negatividad.

Pero también existe la falsa positividad, en donde es todo lo contrario, pues se emite un resultado positivo cuando en realidad es negativo.

 

La solución fisiológica se usa para detectar a los trofozoítos existentes. Tras la observación de trofozoítos se usa la tinción de yodo-lugol para teñir quistes destacar sus detalles, ya que los trofozoítos mueren y quedan inidentificables.

La observación para explorar el campo y buscar parásitos se hace siempre con el objetivo seco débil (10x) y con poca luz; una vez que se encuentra alguna estructura sospechosa, se observa con el objetivo seco fuerte (40x). 

Fuentes consultadas:

·         Técnicas coproparasitoscópicas, consultado el día  31 de agosto 2011 en http://html.rincondelvago.com/parasitologia_5.html